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      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統
      ——哺乳動物真核細胞高效基因轉染

      lonza 4d-nucleofector 細胞核轉儀

       

      德國進口LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統(原Amaxa 4D-Nucleofector核轉儀),創新性地結合經典電穿孔技術和細胞特異性電轉染液,實現了DNA、RNA(如crRNA、tracrRNA、gRNA、sgRNA)、RNP核糖核蛋白復合體、蛋白質(如Cas9核酸酶、切口酶、dCas9蛋白、Cas12a/Cpf1核酸酶)、小分子物質高效轉染各類哺乳動物貼壁細胞懸浮細胞。

      2021新款LONZA 4D核轉儀由用于小規模轉染的X模塊(4D-Nucleofector X Unit)、貼壁細胞不經消化進行原位轉染的Y模塊(4D-Nucleofector Y Unit)、單一細胞大規模流式轉染的LV模塊(4D-Nucleofector LV Unit)、高通量篩選的96孔模塊(原96-well Shuttle Device)組成。(點擊查看LONZA單孔核轉儀2B基礎款,Nucleofector 2B Device)

      LONZA 4D-Nucleofector技術不依賴于細胞有絲分|裂,不受細胞增殖的影響,可直接將外源基因導入細胞核中,即使是未分|裂的原代細胞(如靜止的T淋巴細胞或神經元),也可以快速表達。

      LONZA 4D-Nucleofector對質粒DNA轉染效率高達90%,寡核苷酸(如siRNA)轉染效率高達99%,面世20年來,已成功轉染>1200種細胞系、>130種原代細胞,并在干細胞、免疫細胞、神經細胞等各類較難轉染的細胞中獲得了優秀的轉染效果。

       

      由于同種細胞系或原代細胞使用相同的轉染條件(轉染程序和轉染試劑盒),LONZA 4D-Nucleofector可實現多種外源物質共轉染,例如CRISPR-Cas9基因編輯時共轉染2種sgRNA等。


      4D-nucleofector核轉儀轉染GFP質?焖俦磉_
      圖. GFP標記的質粒轉染新生兒皮膚成纖維細胞,2小時后用3.5% PFA 固定,共聚焦顯微鏡可觀察到GFP蛋白在細胞核內表達。

       

       

       


      4D-Nucleofector細胞核轉染方法特點

      1.針對每種細胞優化的電脈沖參數,可將底物導入細胞質甚至是細胞核;
      2.特殊配方的電轉染液,同時提供高轉染效率和細胞保護,提高細胞轉染后存活率;
      3.全球共享數據庫,專業指導,從細胞來源、傳代、培養條件、培養基、到轉染后的培養技巧,已形成成熟的實驗方案。


      4d-nucleofector核轉染儀操作實驗流程

       

       

       

       

      4D-Nucleofector核轉染系統為基因治療研究、免疫治療研究、干細胞研究等提供了方便的工具。相比電穿孔在內的其他非病毒轉染技術,更具優勢:

      -采用高分子聚合物電極,避免傳統鋁電極的離子毒害,維持細胞生理狀態,提高存活率。
      -轉染后可快速觀察實驗結果,例如轉染GFP后最快2小時可觀察到蛋白。
      -無需自己優化條件,擁有超過650種細胞類型的現成程序,可直接使用,全球共享數據庫,超過1500條轉染數據可供參考。
      -可轉染包括DNA、mRNA、miRNA、siRNA、
      RNP、肽、蛋白質在內的多種底物。
      -可用于難以轉染的
      原代細胞、干細胞、神經元、細胞系。
      -可不用消化細胞,進行貼壁細胞的原位轉染。
      -靈活的轉染規?s放,可在低、中、高通量中輕松轉移,實現2×10^4至1×10^9個細胞數量的輕松擴展。
      -已在全球8000多家同行評議的出版物中發表。


      最近,LONZA 4D-Nucleofector核轉染系統已廣泛應用于通過RNAi、CRISPR-Cas9、CRISPR-Cas12a進行的基因敲除研究、以及iPS誘導多能干細胞、CAR-T的研究中,在包括功能和結構基因組學、藥物發現以及基因和細胞療法的研究中大放異彩。

       

       

       


      4D核轉儀結構和功能應用:

      4D-Nucleofector細胞核轉染系統采用模塊化設計,可根據研究者的需求,自行組合數個模塊形成一套完整系統。

      4d-nucleofector x模塊 Y模塊 LV模塊 96孔模塊

       

       

       


      1、C模塊:4D-Nucleofector系統的控制單元,內置轉染程序,將不同的功能單元(模塊)整合為一個系統,以運行不同的應用程序。

      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統

       

      2、X模塊:用于懸浮細胞、或貼壁細胞消化后的小規模轉染,轉染細胞數量2×10^4至2×10^7?赏瑫r轉染2個100μL電轉杯、1個16孔電轉板條(每孔20μL),每個電轉杯、每個孔可獨立設置程序。另外在使用96孔模塊時,也需要X模塊。

      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統

       

      3、Y模塊:用于貼壁細胞不經消化的原位轉染,可同時轉染1個24孔電轉板條(每孔350μL),每個孔可獨立設置程序。

      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統

       

      4、LV模塊:用于同一種懸浮細胞、或同一種貼壁細胞消化后的大規模轉染,轉染細胞數量1×10^7至2×10^9?墒褂1mL手動進樣電轉盤、或20mL連續進樣電轉盤。通常使用X模塊小試摸條件,再用LV模塊線性放大轉染規模。

      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統

       

      5、96孔模塊:用于同時轉染96個樣品的細胞,轉染細胞數量2×10^4至1×10^6。每個孔可獨立設置程序。必須與X模塊結合使用。

      LONZA Amaxa 4D-Nucleofector細胞核轉染系統
       

      注:常用模塊組合參考
      常規小規模轉染:C+X
      貼壁細胞原位轉染:C+Y
      懸浮+貼壁細胞轉染:C+X+Y
      大規模轉染:C+X+LV
      摸索復雜轉染條件:C+X+96孔


       

       



      LONZA 4D-Nucleofector細胞核轉染系統參數
       

      品牌 LONZA龍沙
      產地 德國科隆
      名稱 4D-Nucleofector細胞核轉染系統
      型號 4D
      貨號 AAF-1002B Core模塊,簡稱C模塊
        AAF-1002X X模塊
        AAF-1002Y Y模塊
        AAF-1002L LV模塊
        AAM-1001S 96孔模塊
      用途 用于干細胞、原代細胞、細胞系的高效轉染
      適用細胞 貼壁細胞、懸浮細胞,包括難轉染的血液系統細胞和干細胞
      轉染物 質粒、DNA、RNA、RNP、蛋白質、小分子化合物等
      銷售授權 中國大陸一級代理(不含港澳臺)
      價格 詢價
      貨期 C+X國內現貨1周
      C+LV國內現貨1周(如無現貨4-6周)
      其他型號4-6周
      服務 售前技術咨詢,裝機,售后服務(售后限北京澤平銷售儀器)

       

       


       

      參考文獻:

      1.Engineering of CRISPR-Cas12b for human genome editing.Strecker J, et al. Nature (2019) 10(1): 212 
      2.Gene correction for SCID-X1 in long-term hematopoietic stem cells.Pavel-Dinu M, et al. Nat Commun. (2019) 10 (1): 1634
      3.Orthotopic replacement of T-cell receptor a- and ?-chains with preservation of near-physiological T-cell function.Schober K, et al. Nat Biomed Eng (2019) 10: 01 
      4.Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells.Oh SA, et al. Curr Protoc Immunol (2019) 124(1): e69 
      5.Polymer-stabilized Cas9 nanoparticles and modified repair templates increase genome editing efficiency.Nguyen DN, et al. Nat Biotechnol (2019) 1: 1 
      6.CRISPR-Cas9 genome engineering of primary CD4+ T cells for the interrogation of HIV-host factor interactions. Hultquist JF, et al. Nat Protocols (2019) 14(1): 1-27 
      7.Bacteria-free minicircle DNA system to generate integration-free CAR-T cells.Chen Cheng, et al. J Med Genetics (2019) 56: 10–17 
      8.Genome-wide CRISPR Screens in Primary Human T Cells Reveal Key Regulators of Immune Function. Shifrut E, et al. Cell (2018) 175(7): 1985-1971 
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      13.Nucleofection with Plasmid DNA for CRISPR/Cas9-Mediated Inactivation of Programmed Cell Death Protein 1 in CD133-Specific CAR T Cells.Hu B,et al.Hum Gene Ther (2018)
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      19.CRISPR/Cas9-mediated PD-1 disruption enhances anti-tumor efficacy of human chimeric antigen receptor T cells.Rupp LJ1,et al.Scientific Reports (2017) 7 (1): 737 
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      4D-Nucleofector細胞核轉系統轉染RNP參考文獻
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      2. Oh SA, Seki A, Rutz S. Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells. Curr Protoc Immunol. 2019 Feb;124(1):e69. doi: 10.1002/cpim.69. Epub 2018 Oct 18. PMID: 30334617.
      3. Naeimi Kararoudi M, Dolatshad H, Trikha P, Hussain SA, Elmas E, Foltz JA, Moseman JE, Thakkar A, Nakkula RJ, Lamb M, Chakravarti N, McLaughlin KJ, Lee DA. Generation of Knock-out Primary and Expanded Human NK Cells Using Cas9 Ribonucleoproteins. J Vis Exp. 2018 Jun 14;(136):58237. doi: 10.3791/58237. PMID: 29985369; PMCID: PMC6101749.
      4. Farboud B, Jarvis E, Roth TL, Shin J, Corn JE, Marson A, Meyer BJ, Patel NH, Hochstrasser ML. Enhanced Genome Editing with Cas9 Ribonucleoprotein in Diverse Cells and Organisms. J Vis Exp. 2018 May 25;(135):57350. doi: 10.3791/57350. PMID: 29889198; PMCID: PMC6101420.
      5. Dewari PS, Southgate B, Mccarten K, Monogarov G, O'Duibhir E, Quinn N, Tyrer A, Leitner MC, Plumb C, Kalantzaki M, Blin C, Finch R, Bressan RB, Morrison G, Jacobi AM, Behlke MA, von Kriegsheim A, Tomlinson S, Krijgsveld J, Pollard SM. An efficient and scalable pipeline for epitope tagging in mammalian stem cells using Cas9 ribonucleoprotein. Elife. 2018 Apr 11;7:e35069. doi: 10.7554/eLife.35069. PMID: 29638216; PMCID: PMC5947990.
      6. Daniel P. Dever1, Rasmus O. Bak1, Andreas Reinisch2, Joab Camarena1, Gabriel Washington1, Carmencita E. Nicolas1,
      Mara Pavel-Dinu1, Nivi Saxena1, Alec B. Wilkens1, Sruthi Mantri1, Nobuko Uchida3, Ayal Hendel1, Anupama Narla4,
      Ravindra Majeti2, Kenneth I. Weinberg1 & Matthew H. Porteus1. CRISPR/Cas9 β-globin gene targeting in human haematopoietic stem cells.2016 Springer Nature doi:10.1038 (使用4D-Nucleofector LV大規模流式核轉染系統轉染RNP)



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